PATOLOGIA CIRÚRGICA: CONSIDERAÇÕES GERAIS
Linfangioma Mesentérico Associado com Segmento de Jejuno
O médico patologista, nos hospitais, usualmente mantém contatos com o clínico geral e especialistas, a saber, dermatologista, hematologista, neurologista, nefrologista, pneumologista, oncologista e imagenologista, entre outros.
As correlações entre os diagnósticos fundamentados na interpretação das imagens e os histopatológicos auxiliam no aprimoramento do imagenologista e dos demais especialistas, incluindo o patologista, como diagnosticadores, e promovem a virtude da humildade. Tais correlações contribuem, também, por exemplo, para explicar o porquê do sucesso ou do fracasso de uma terapêutica oncológica, com base no tipo microscópico de uma neoplasia; os efeitos nocivos destes tratamentos nos tecidos normais, etc.
Com o estudo necroscópico o patologista pode adquirir sólidos conhecimentos entre os estádios iniciais e finais de uma doença. O mesmo pode ser feito em espécimens de pacientes vivos enviados para estudo histopatológico e correlacionados com diagnósticos pregressos. Porém, se os materiais submetidos ao exame não forem representativos da doença, ou lesão, descritas clinicamente, o diagnóstico certo não poderá ser feito e o acompanhamento evolutivo clinicopatológico do paciente ficará prejudicado. Consequentemente, o patologista cirúrgico avisa, ao clínico e ao cirurgião, por escrito no laudo, de modo claro, preciso, que um dado material é insuficiente para o diagnóstico; assim como, por exemplo, o grau de extensão de uma doença; o grau de malignidade de uma neoplasia, etc, para o bem do paciente e o correto exercício da medicina.
Os Materiais a Serem Examinados:
Os espécimens submetidos ao exame histopatológico, obtidos por biopsia ou cirurgia, devem ser entregues em frascos com rótulos contendo, pelo menos, o nome completo do paciente e o material a ser examinado, além de virem acompanhados do pedido de exame histopatológico com: nome completo do paciente, idade, sexo, cor, profissão, o número do prontuário médico, o material a ser examinado, os diagnósticos clínicos, cirúrgicos, de imagem e os resultados laboratoriais clínicos mais importantes, as informações de doenças pregressas, que possam ter relação com a doença atual, o nome legível do médico requisitante, a assinatura do mesmo, e o número do CRM. Cada paciente recebe um número de registro, que será usado em todos os materiais para exame, o qual é escrito nos cassetes, blocos parafinados e lâminas com os cortes histopatológicos, ou nas lâminas para estudo citopatológico.
Fixação:
Os fragmentos de tecidos obtidos por biopsia e os órgãos, ou partes de órgãos, com as lesões, devem ser enviados, para o laboratório histopatológico, imersos em líquido fixador, usualmente solução aquosa tamponada de formol a 10%, em frasco com boca larga e com um volume de solução fixadora de, no mínimo, 20 vezes o volume do material a ser fixado. A colocação do material na solução de formol deve ser imediata, ou não demorar mais do que 30 minutos, após a remoção cirúrgica. Caso o volume da peça cirúrgica seja grande, esta pode ser colocada em recipiente ou saco plástico, que contenha um volume de formol suficiente para cobri-la inteira e o conjunto, lacrado, deve ser posto em refrigerador na temperatura de 4oC, para se alentecer a autólise. O cirurgião interessado em manipular corretamente uma peça cirúrgica pode fazer os cortes na mesma, após ter sido previamente orientado pelo patologista, ou por meio de referência bibliográfica (Guidelines for handling of most common and important surgical specimens (Appendix E), In: Rosai, J. (ed.) - Rosai and Ackerman’s Surgical Pathology. Vol. 2; 10th ed.; Edinburg; Mosby/Elsevier; 2011; pp. 2581-2636; Pierson, K.K. (ed.) - Principles of Prosection. A Guide for the Anatomic Pathologist. New York; John Wiley & Sons; 1980; 236 pp.), para que as peças grandes tenham as suas superfícies de contato com o formol aumentadas, com os cortes apropriados, sem descaracterizar a anatomia do órgão. Os espécimens que flutuam no líquido fixador devem ser cobertos com gaze, que ficará embebida com o formol, favorecendo a correta fixação da superfície mais externa do material, não totalmente coberta pelo líquido fixador. Os órgãos cavitários devem ser esvaziados de seus conteúdos, antes de serem imersos na solução de formol. Os fragmentos teciduais obtidos por biopsia não devem ser colocados em papel de filtro ou gaze para não dessecarem, gerando-se artefatos.
Cada milímetro de tecido leva cerca de 1 hora para ser infiltrado, fixado, pela formalina, sendo que o tempo completo para a fixação ocorre após algumas horas, não devendo ultrapassar 24 a 48 horas, para se evitar a “hiperfixação.” Esta prejudica a qualidade da coloração das estruturas teciduais nos cortes histológicos, e os estudos imuno-histológicos, que forem necessários, por reduzirem a reatividade imuno-histoquímica.
Devem-se transferir os tecidos de reserva, fixados em formol, para uma solução aquosa de etanol a 70%, onde poderão ficar indefinidamente.
O formol (formalina), na realidade, é uma solução aquosa de formaldeído (CH2O, metanal, aldeído fórmico), um gás, que, sob pressão, é diluído em água, dando uma concentração máxima de 40% em volume, ou de 37% em massa. Assim, o formol concentrado (37%), para uso como fixador, é diluído na proporção de 1:10, ou seja, 1 parte do formol concentrado + 9 partes de solução aquosa tampão, preferencialmente, obstendo-se uma solução a 3,7%, usualmente chamada de “formalina a 10%.” Metanol (tóxico) é usualmente acrescentado à solução concentrada de formol (37%), como estabilizante, para evitarem-se a oxidação e a formação do polímero paraformaldeído, que precipita.
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Notas sobre algumas soluções fixadoras:
Uma formalina indicada para microscopias óptica e eletrônica é:
Formalina tamponada de Carson♠, ou formalina em tampão Millonig:
Formaldeído comercial (37%) ..................................100 mililitros
Água destilada ........................................................ 900 mililitros
Fosfato de sódio monobásico ................................. 18,6 gramas
Hidróxido de sódio .................................................... 4,2 gramas
τ Biossegurança: A solução de formaldeído (formalina) é tóxica, inflamável, combustível e irritante para a pele e as mucosas. Trabalhe em ambiente arejado, com exaustão. O fosfato de sódio monobásico é danoso à saúde se inalado, engolido, ou em contato com a pele e as mucosas, podendo, inclusive, causar irritação e sensibilização (alergia).O hidróxido de sódio é tóxico e corrosivo.
Características:
• utilize solução isotônica em pH 7,2 – 7,4 (310 mOsm);
• indicado para a microscopia eletrônica e microscopia de luz;
• provoca menor extração dos elementos celulares;
• microtomia sofrível de tecidos com muito sangue;
• não interfere na maioria das colorações;
• fixa muito bem a maioria dos tecidos;
• preserva a imunorreatividade de hormônios gastrointestinais, quando preparado com paraformaldeído comercial no lugar do formaldeído comercial.
Tempo de fixação: 24 a 72 horas.
Lavagem: água corrente por 1 a 2 horas.
Referências:
Carson, F.L.; Martin, J.H.; & Lynn, J.A. – Formalin fixation for electron microscopy: A re-evaluation. American Journal of Clinical Pathology; 59 (3): 365-373, 1973.pdf
♠ Carson, Freida L., PhD, HT, In: George J. Race; G. Weldon Tillery & Peter A. Dysert II, - A History of Pathology and Laboratory Medicine at Baylor University Medical Center. BUMC PROCEEDINGS;17:42–55; 2004.pdf (Freida Loyce Carson, 1926-2022)
Caputo, L.F.G.; Gitirana, L.B. & Manso, P.P.A. - Capítulo 3 - Técnicas Histológicas. In: Molinaro, E.M.; Caputo, L.F.G. & Amendoeira, M.R.R. (org.) - Conceitos e Métodos para Formação de Profissionais em Laboratórios de Saúde. Vol. 2. Rio de Janeiro, EPSJV, IOC, 2010, pp. 98. Leia em.pdf
Giuseppe Millonig - Study on the factors which influence preservation of fine structure. In: Symposium on Electron Microscopy, P. Buffa (ed.), Consiglio Nazionale delle Ricerche, Rome, 1964, p. 347.
Giuseppe Millonig & Vittorio Marinozzi - Fixation and embedding in electron microscopy. In: Barer, R. & Cosslett, V.E. (eds.) - Advances in Optical and Electron Microscopy, Vol. 2, New York, Academic Press, 1968, p.251.
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Solução de formol a 10%, tamponado
Formol (solução de formaldeído a 37%) ----------------- 100 mililitros
Água destilada ------------------------------------------------- 900 mililitros
Fosfato de sódio monobásico ------------------------------- 4,0 gramas
Fosfato de sódio dibásico ------------------------------------ 6,5 gramas
Observação: A fixação pelo formol pode ser realizada, de acordo com o tamanho do fragmento, de 6 a 24 horas. Não se recomenda deixar fixando no formol por muito tempo (vários dias). Após fixado, o fragmento de tecido deve ser colocado em solução aquosa de etanol a 70%, onde poderá ficar indefinidamente, como já afirmado.
Fixador de Bouin♣
Solução aquosa saturada de ácido pícrico ------------- 75 mililitros
Formol ----------------------------------------------------------- 25 mililitros
Ácido acético --------------------------------------------------- 5 mililitros
Observação: O tempo de fixação deve ser de 4 a 6 horas, podendo ir até 24 horas.
É importante remover o ácido pícrico dos tecidos após a fixação, para se ter boas colorações histológicas.
Para isso deve-se fazer:
1. Lavar o tecido por 18 horas em água corrente.
2. Transferi-lo para etanol a 50% e deixar por 30 minutos.
3. Transferir os tecidos para etanol a 70%, onde podem ser deixados indefinidamente.
4. Se os cortes de tecidos fixados em Bouin, após passarem pelo etanol a 70% durante a hidratação, ainda mostrarem-se amarelos pelo ácido pícrico ainda presente, devem ser imersos em solução aquosa saturada de carbonato de lítio até deixarem de ser amarelos e, a seguir, devem ser lavados em água e corados.
O ácido pícrico é bom fixador para proteínas e glicogênio e o ácido acético precipita o ácido nucléico tornando-o mais evidente nas colorações.
Atenção: mantenha os frascos com ácido pícrico úmidos, pois o ácido pícrico seco é explosivo!
Fixador de Bouin Alcoólico
Etanol a 90%, saturado com ácido pícrico -------------- 80 mililitros
Formol ------------------------------------------------------------ 15 mililitros
Ácido acético ----------------------------------------------------- 5 mililitros
Observação: Este fixador é ideal para estudar o glicogênio nos tecidos.
Deve-se levar em consideração as mesmas observações anteriores, quanto à retirada do ácido pícrico.
τ Biossegurança: O ácido pícrico (2,4,6-Trinitrofenol) é perigosamente reativo e explosivo. Evite abalos, choque, fagulhas, e o contato com calor, com a pele, mucosas, a roupa, e a inalação. Pode causar irritação e sensibilização. A solução de formaldeído (formalina) é tóxica, inflamável, combustível e irritante para a pele e as mucosas. Trabalhe em ambiente arejado, com exaustão. Os fosfatos de sódio, monobásico e dibásico, são danosos à saúde se inalados, engolidos, ou em contato com a pele e mucosas, podendo, inclusive, causar irritação e sensibilização. O ácido acético é tóxico, corrosivo, combustível e inflamável. Evite inalá-lo, ingeri-lo, e o contato com a pele, mucosas, e quaisquer partes do corpo, além da roupa. Mantenha longe de fontes de calor. Sempre adicione o ácido na água e não o contrário, por ser reação fortemente exotérmica (libera calor).
Referências:
Junqueira, L.C.U. & Junqueira, L.M.M.S. - Técnicas Básicas de Citologia e Histologia. 1a ed.; São Paulo, Livraria Editora Santos, 1983, pp.123.
♣ Pol André Bouin (1870-1962), médico histologista francês:
A.S.P. – Pol Bouin, 1870-1962. A Memoir. Journal of Reproduction and Fertility (Reproduction), June 1, 1963, 5: 301-307.pdf
Carlos Ortiz Hidalgo - Pol André Bouin, MD (1870-1962). Bouin's fixative and other contributions to medicine. Archives of Pathology and Laboratory Medicine, 116: 882-884, 1992.pdf
Marc Klein - Bouin, Pol André. Complete Dictionary of Scientific Biography; 2008 © Charles Scribner's Sons. In: www.encyclopedia.com.pdf
Robert Courrier - Notice sur la Vie et les Travaux de Pol Bouin. Lecture Faite en la Séance Annuelle des Prix du 10 Décembre 1962; Academie des Sciences; Paris; France; (Academie des Science, Notice et Discours, pp. 591-624, 1962).pdf.
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Solução de Zenker (nota 2)
Água destilada ...................................................... 1.000 mililitros
Cloreto de mercúrio II (HgCl2) .................................... 50 gramas
Dicromato de potássio (K2Cr2O7) .............................. 25 gramas
Sulfato de sódio (Na2SO4) ......................................... 10 gramas
τ Biossegurança: O bicloreto de mercúrio é muito tóxico. O dicromato de potássio é tóxico, irritante, sensibilizante e oxidante. O sulfato de sódio é irritante. Evite inalá-los, degluti-los e o contato com a pele, mucosas e outras partes do corpo, além da roupa.
Notas:
1. Acrescente 5 mililitros de ácido acético glacial a 95 mililitros da solução de Zenker no momento de usar (a solução não se mantém boa, após o ácido acético glacial ser acrescentado).
2. Esta mistura tem sido usada desde 1864, quando Friedrich Albert von Zenker (1825–1898), médico patologista alemão, sugeriu a adição de cloreto de mercúrio II (cloreto mercúrico) ao fluido de Müller♠ (solução aquosa de dicromato de potássio e sulfato de sódio) para melhorar a fixação do núcleo. Os tecidos preservados com este método coram-se bem com várias técnicas, porém, sugere-se que eles sejam pós-fixados, ou colocados, em solução aquosa de dicromato de potássio a 2,5%, por 2 horas, após a fixação com a solução de Zenker (isto é especialmente necessário se o espécime a ser fixado é espesso). Após isto, deve-se lavar em água corrente por 12 horas (pedaços pequenos, com 4 milímetros de espessura, geralmente são totalmente fixados em 6 a 8 horas).
3. Durante a coloração, um tempo maior é requerido para os tecidos fixados na solução de Zenker “tomarem” a coloração pela hematoxilina, enquanto o contracorante pode ter que ser diluído e o tempo de coloração diminuído.
Referências:
Luna, L.G.L.(ed.) – Manual of Histological Staining Methods of the Armed Forces Institute of Pathology. 3rd ed.; New York; McGraw-Hill Book Company; 1968; pp. 4.
♠ Heinrich Müller (1820-1864), médico, anatomista e patologista alemão. pdf
Heinrich Müller - Ueber glatte Muskeln und Nervengeflechte der Chorioidea im menschlichen Auge. Verhandlungen der Physikalisch-medizinischen Gesellschaft zu Würzburg; 10:179-192, 1860.pdf
John R. Baker & Barbara M. Luke - The fine structure in cells by primary fixatives. 1. Mercuric chloride. Quarterly Journal of Microscopical Science, Vol. 104, pt. 1, pp. 101-106, 1963. pdf
John R. Baker - The fine structure in cells by primary fixatives. 2. Potassium dichromate. Quarterly Journal of Microscopical Science, Vol. 106, pt. 1, pp. 15-21, 1965. pdf
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Fluido de Duboscq-Brasil♠
Ácido pícrico .................................................................. 1 grama
Etanol a 80% .......................................................... 150 mililitros
Formol (solução de formaldeído a 37%) .................. 60 mililitros
Ácido acético glacial ................................................ 15 mililitros
τ Biossegurança: O ácido pícrico (2,4,6-Trinitrofenol) é perigosamente reativo e explosivo. Evite abalos, choque, fagulhas, e o contato com calor, com a pele, mucosas, a roupa, e a inalação. Pode causar irritação e sensibilização. A solução de formaldeído (formalina) é tóxica, inflamável, combustível e irritante para a pele e as mucosas. Trabalhe em ambiente arejado, com exaustão. O ácido acético é tóxico, corrosivo, combustível e inflamável. Evite inalá-lo, ingeri-lo, e o contato com a pele, mucosas, e quaisquer partes do corpo, além da roupa. Mantenha longe de fontes de calor. Sempre adicione o ácido na água e não o contrário, por ser reação fortemente exotérmica.
♣ Para fazer os cálculos das quantidades das substâncias químicas nas soluções leia em: Cálculos Laboratoriais.pdf
Referências:
Locquin, M. & Langeron, M. - Handbook of Microscopy. 1st ed.; London; Butterworths; 1983; pp. 112-120.
♠ Octave Joseph René Duboscq (1868-1943), médico, zoologista, micologista e parasitologista francês.pdf
♠ Louis Lucien Brasil (1865-1918), geólogo, paleontólogo, zoologista e ornitólogo francês.pdf
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Sobre Fixação e Fixadores leia mais em pdf.
Macroscopia:
Os fragmentos de tecidos, obtidos por biopsia, e os órgãos, são macroscopicamente examinados (procurando-se a correta posição anatômica), externamente e aos cortes, começando-se pela descrição das lesões, quando evidentes, citando-se a localização, o tamanho, a forma, a cor e a consistência das mesmas, assim como do órgão, e o registro do peso da peça cirúrgica, quando necessário. É mencionado se o material foi entregue fresco ou fixado ou previamente manipulado, seccionado, etc. Caso haja dificuldade na compreensão da orientação anatômica da peça cirúrgica, o cirurgião é chamado para esclarecer, de modo que a peça possa ser corretamente descrita. Fotografias são tomadas externamente, e aos cortes, quando necessárias. As descrições respeitam as indicações topográficas feitas pelo médico requisitante, caso haja mais de um espécimen.
Clivagem e Processamento Histológico:
Os espécimens descritos macroscopicamente são clivados, segundo os procedimentos histopatológicos padronizados, descritos para cada órgão, que orientam o número mínimo de fragmentos a serem coletados, assim como de onde os fragmentos devem ser retirados. No caso de materiais pequeninos não se faz clivagem, sendo os mesmos, já fixados, envolvidos em papel de filtro e colocados dentro do cassete. Os fragmentos de peças cirúrgicas devem ter no máximo 2 a 3 milímetros de espessura e um tamanho em torno de 2 x 2 cm, ao serem colocados no cassete. Ao final são relatados se há ou não material de reserva e o total de cassetes e fragmentos submetidos para o estudo microscópico de cada peça cirúrgica, ou o total de fragmentos obtidos por biopsia.
Os cassetes com os fragmentos são automaticamente processados, usualmente durante a noite (12 horas), numa série de banhos (formol, etanol, xilol e infiltração em parafina). A seguir, no dia seguinte, são emblocados em parafina, cortados em micrótomo, em secções de 5 micrometros, distendidos em lâminas de microscopia (vidro), e, finalmente, desparafinados e submetidos ao método de coloração da Hematoxilina e Eosina (e outros métodos). Após isso, as lâminas com os cortes são montadas com resina damar e lamínula; ficando, assim, prontos os cortes histopatológicos para o diagnóstico microscópico. Os procedimentos para o exame macroscópico descrito são encontrados em manuais de patologia cirúrgica, como o Manual de Padronização de Laudos Histopatológicos da Sociedade Brasileira de Patologia, ou nos apêndices dos livros-textos de Patologia Cirúrgica (veja acima em Fixação).
Os trabalhos do médico patologista e do histotecnologista envolvem um controle de qualidade recíproco, visando o pronto diagnóstico, sem falhas ou atrasos, em benefício dos pacientes.
Sobre métodos de coloração leia em: Corantes Biológicos e Métodos de Coloração.
Laudo Histopatológico:
O laudo histopatológico liberado deve ser escrito, de modo a ser entendido pelo médico clínico e pelo cirurgião, com descrição macroscópica, sucinta e clara, acompanhada do diagnóstico microscópico, conclusivo, sendo a descrição microscópica opcional e feita de modo direto, objetivo, quando necessária. Por vezes, comentários e notas finais podem ser acrescentadas ao laudo, para explicar as limitações diagnósticas, com base nos materiais examinados, os diagnósticos diferenciais, a necessidade de estudos imuno-histológicos, acompanhamento e, ou correlação clínicas, citação de referências bibliográficas, etc.
Referências:
Rosai, J. (ed.) - Rosai and Ackerman’s Surgical Pathology. Vol. 1 e 2. 10th ed. Edinburg, Mosby/Elsevier, 2011, pp. 1-93.
Biossegurança segundo: MERCK - Reactivos - Diagnóstica - Productos Químicos, 1990 / 91 e EM Science Product Catalog [volume 14].
Leia mais em:
Connolly JL, Schnitt SJ, Wang HH, et al. Role of the Surgical Pathologist in the Diagnosis and Management of the Cancer Patient. In: Kufe DW, Pollock RE, Weichselbaum RR, et al., editors. Holland-Frei Cancer Medicine. 6th edition. Hamilton (ON): BC Decker; 2003. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK13237/
College of American Pathologists - Practical Guide to Specimen Handling in Surgical Pathology
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© Departamento de Patologia. Faculdade de Medicina. Universidade Federal do Rio de Janeiro
